מֵידָע

כיצד לעקר בבטחה מדיום גידול המכיל אוריאה?

כיצד לעקר בבטחה מדיום גידול המכיל אוריאה?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

אני משתמש במצע גידול המכיל אוריאה לניסויים עם חיידקים (1-2 ליטר ליום). לאחר הניסוי, יש לעקר את מצע הגידול ולהיפטר. עשיתי זאת עד כה באמצעות חיטוי, אבל הטכנאי שלנו התלונן על ריח האמוניה שמתפתח (אוריאה מתפרקת בחימום, משחררת אמוניה).

אני די בטוח שהכמות המשתחררת לאוויר לא מסוכנת (רוקנתי את החיטוי כמה פעמים), במיוחד אם לא נושמים בכוונה את משב האוויר הראשון שיוצא לאחר הפתיחה, אבל אני חושב שזה שימושי לבחון אלטרנטיבות. כמו כן, אני לא בטוח אם החיטוי עלול להינזק בטווח הארוך.

האם למישהו יש ניסיון עם זה? האם אתה רואה דרך לעקר כמויות גדולות יותר של מצע גידול בצורה מהימנה ללא חימום?


חיטוי הוא הדרך הטובה ביותר לעקור. אם אמצעי הגדילה שלך גדול, כמה חומר חיטוי כימי לדעתך תצטרך להביא לריכוז העבודה שלו?

הוסף קצת חומצה למדיום הפסולת שלך (כך שהוא רק חומצי חלש), לא כחומר חיטוי, אלא כדי לדכא היווצרות אמוניה. אוריאה עדיין תתפרק במהלך החיטוי, אך יון אמוניום (pKa~9) יישאר בדרך כלל בתמיסה.


עליך לבדוק עם הנחיות המוסדות שלך מכיוון שלמתקנים שונים יש תקנות שונות אך בדרך כלל זה מקובל על:

במכסה מנוע ובמיכל מאוורר (לא אטום):

1. להוסיף אקונומיקה נוזלית לריכוז סופי של 20% (להוסיף חלק אקונומיקה ל -3 חלקים תרבות)

2. בואו לשבת לילה

3. השליכו את הניקוז עם כמויות אדירות של מים


סוגי מדיה לתרבות

מדיה תרבותית היא אמצעי מיוחד המשמש במעבדות מיקרוביולוגיות לגידול סוגים שונים של מיקרואורגניזמים. גידול או אמצעי תרבות מורכב מחומרים מזינים שונים החיוניים לצמיחה מיקרוביאלית.

מכיוון שיש סוגים רבים של מיקרואורגניזמים, שלכל אחד מהם תכונות ייחודיות הדורשות חומרים מזינים ספציפיים לצמיחה, ישנם סוגים רבים המבוססים על אילו חומרים מזינים הם מכילים ועל איזו תפקיד הם ממלאים בצמיחתם של מיקרואורגניזמים.

תרבות יכולה להיות מוצקה או נוזלית. אמצעי התרבות המוצקים מורכבים מחומר דמוי ג'לי חום המכונה אגר. חומרים מזינים וכימיקלים שונים מתווספים אליו על מנת לאפשר צמיחה של מיקרואורגניזמים שונים.

להלן מספר סוגים של תרבית או אמצעי גידול חשובים המשמשים במעבדות מיקרוביולוגיות:

צלחת אגר עם מושבות חיידקיות


הליך חיטוי

לבשו ציוד מגן אישי:

  • חלוק מעבדה
  • הגנה לעיניים
  • נעליים סגורות
  • כפפות עמידות בחום להסרת פריטים, במיוחד כלי זכוכית חמים

אריזה וטעינה

  • יש לאפשר רק לאנשים המיועדים להגדיר ו/או לשנות פרמטרים לאוטוקלאבים.
  • לפני השימוש בחיטוב, בדוק בפנים אם יש פריטים שהשאיר המשתמש הקודם שעלולים להוות סכנה.
  • נקה את מסננת הניקוז לפני טעינת החיטוי.
  • שים תמיד פריטים במיכל משני.
  • אין להעמיס או לארוז שקיות חזק מדי. השאר מספיק מקום לזרימת אדים. במידת הצורך, הניחו את המיכל בצד שלו כדי למקסם את חדירת הקיטור ולמנוע כניסת אוויר.
  • לארוז פסולת יש להשתמש רק בשקיות אוטוקבלב.
  • אל תאפשר לשקיות לגעת בקירות הפנימיים של החיטוי כדי למנוע התכה של פלסטיק.
  • ודא שכמות מספקת של נוזל ארוז בתכולת שקיות החיטוי אם יבשות.
  • הניחו כלי זכוכית ומעבדה מזוהמים במיכלים משניים וחיטטו אותם במחזור המוצקים. אין למלא מיכלים יותר מ-2/3 בנוזלים. שחררו את המכסים או השתמשו בסגירות מאווררות.
  • במקרה של כלי זכוכית נקיים וכלי עטוף, הניחו אותם בכלי משני לפני חיטוי במחזור של סחורות עטופות.
  • לבלימה משנית, השתמש במגשי חיטוי העשויים מפוליפרופילן, פוליקרבונט או נירוסטה. המגשים צריכים להיות בעלי תחתית ודפנות מוצקות כדי להכיל את התוכן ולתפוס נשפך.
  • בחר מחזור מתאים לחומר. בחירה לא נכונה של המחזור עלולה לפגוע באוטוקלאב, לגרום לרתיחה של נוזלים או לשבירת בקבוקים.
  • התחל את המחזור שלך ומלא את יומן המשתמש של החיטוי. מחזור שהושלם בדרך כלל לוקח בין שעה לשעה וחצי.
  • בדוק את מד הלחץ בתא/מעיל ​​עבור לחץ מינימלי של 20 פאונד לאינץ' רבוע (psi).
  • סגור ונעל את הדלת.
  • בדוק את הטמפרטורה עבור 250⁰F (121⁰C) בכל עומס.
  • אל תנסה לפתוח את הדלת בזמן שהאוטוקלאב פועל.

פְּרִיקָה

  • וודא שהמחזור הושלם והן הטמפרטורה והלחץ חזרו לטווח בטוח.
  • לבשו PPE שתואר לעיל, בתוספת סינר ומגן פנים אם מסירים נוזלים. התרחקו מהדלת כאמצעי זהירות ופתחו בזהירות את הדלת לא יותר מסנטימטר אחד. זה ישחרר שאריות שאריות ויאפשר לנרמל את הלחץ בתוך הנוזלים והכלים.
  • אפשרו לעומס החטוי לעמוד במשך 10 דקות בתא. זה יאפשר לאדים לנקות אוויר כלוא ולברוח מנוזלים חמים, ולהפחית את הסיכון למפעיל.
  • אין לסער מיכלים של נוזלים מחוממים במיוחד או להסיר כובעים לפני הפריקה.
  • מניחים נוזלים באזור שמציין בבירור שהפריטים "חמים" עד שהפריטים מתקררים לטמפ' החדר.
  • הניחו לחומרים המכילים חיטוי להתקרר לטמפרטורת החדר לפני ההובלה. לעולם אל תעביר חומרים מחוממים.
  • מניחים שקית ביו -סיכון עם חיטוי מקורר לתוך ארגז פסולת רפואית מוסדרת. ניתן להשליך נוזלים זיהומיים באוטוקלאב לביוב הסניטרי.

ישנם שני סוגים של מעקרים בחום יבש

ה סוג אוויר סטטי מכונה מעקר מסוג תנור כסלילי חימום בתחתית היחידה גורמים לאוויר החם לעלות בתוך החדר באמצעות הסעת כוח הכבידה. סוג זה של מעקר בחום יבש הוא הרבה יותר איטי בחימום, דורש זמן רב יותר כדי להגיע לטמפרטורת העיקור, והוא פחות אחיד בבקרת הטמפרטורה בכל החדר מאשר סוג האוויר הכפוי.

ה הסעת אוויר מאולצת או מכנית המעקר מצויד במפוח המונע על ידי מנוע שמזרים אוויר מחומם בכל החדר במהירות גבוהה, המאפשר העברה מהירה יותר של אנרגיה מהאוויר למכשירים.


כיצד פטריות הקסם משנות את המוח שלך

הזיות, כמו פטריות פסילוציבין (קסם) משנות את התפיסה, מצב הרוח שלך ושלל תהליכים נפשיים אחרים על ידי הפעלת הקסם שלהן על קליפת המוח שלך. התרופות מפעילות קולטנים ספציפיים הנקראים קולטנים 5-HT2A (2AR) המופעלים בדרך כלל על ידי סרוטונין.

המפל הזה של שינויים נוירוביולוגיים במוח שלך עוזר לך לחוות פלא מחודש על דברים יומיומיים. תהיה לך מודעות עצמית גבוהה יותר. החושים שלך יהיו חריפים יותר כך שהצבעים יראו חיים יותר וצליל, טעם וריח עז יותר. ואתה תישאר ממוקד בהווה.

ההשפעות החיוביות נשארו הרבה אחרי שהתרופות עזבו את הבניין. המשתתפים דיווחו על הפחתה משמעותית בחרדה ובדיכאון לאחר שימוש אחד בלבד.

הם גם הזכירו את חווית "התעוררות רוחנית", שהייתה אחראית לשינוי קבוע בתודעה שלהם. לאחר מכן, המשתתפים אמרו שקל יותר להישאר ממוקדים בהווה, ויש להם מודעות רבה יותר לקשר ההדדי של כל הדברים.

לכן, אם אתה סובל ממחלות נפש כאמור, או שאתה רוצה לחוות הארה רוחנית ולשקט את הפטפוט המתמיד במוחך, פטריות פסילוסיבין עשויות להיות עבורך. ואולי אתם תוהים כיצד לטפח אותם.


כיצד לעקר בבטחה מצע גידול המכיל אוריאה? - ביולוגיה

טכניקה סטרילית היא תמיד עניין יחסי. אמצעי הזהירות הנדרשים תלויים במצב הניסוי, כולל אמצעי הגידול בהם נעשה שימוש, היכולות התחרותיות של האורגניזם הניסיוני, משך הניסוי והשימוש המיועד של התרבות. לניסויים אלה בעיית הזיהום החמורה ביותר היא עובש. תבניות נפוצות רבות צומחות היטב על אמצעי שמרים ומתחרות ביעילות, מגדילות יתר את הצלחות ומסתירות את השמרים שאכן מצליחים לגדול. חיידקים הם פחות בעיה מכיוון שרובם אינם גדלים היטב על אמצעי התקשורת הללו ועם מעט ניסיון אפשר להבחין בינם לבין שמרים. זנים אחרים של שמרים יכולים להיות מזהמים הרות אסון אם הם לא יתגלו. בפרט, שמרים אדומים שלפעמים מופיעים יכולים להיות ממש מבלבלים, אך נבדלים מהשמרים האדומים שלנו מכיוון שאינם דורשים אדנין.

לעומת זאת, בניגוד לניסויים קצרי טווח, חומרי עיקור חייבת להיות קפדנית למדי מכיוון שהאחסון מאפשר מספיק זמן להתפתחות של מזהמים שגדלים לאט. הגענו למסקנה מניסיון שאחסון אמצעי התקשורת בקור הוא למעשה פרודוקטיבי. זה לא מונע זיהום, אבל מאט את צמיחתו. כתוצאה מכך הזיהום עלול להישאר בלתי מזוהה עד שהתרבויות מודגרות. עדיף לאחסן מדיה בטמפרטורת החדר ולזהות זיהום לפני השימוש במדיום.

(1) עיקור בחום לח

חום לח שמספק חיטוי או סיר לחץ הוא דרך יעילה לעקר את רוב החומרים. בלחץ של 15 psi מעל הלחץ האטמוספרי, המים מגיעים לטמפרטורה של כ 121 ° C לפני שהם רותחים. רוב החומרים מעוקרים ביעילות בחשיפה של 15 דקות לטמפרטורה זו. אם אין חיטוי זמין, סיר לחץ ביתי רגיל יעקר ביעילות את חומרי המדיה במנות קטנות.

(2) עיקור בחום יבש

חומרים יבשים כגון זכוכית ומתכת עשויים להיות מעוקרים בתנור, אך הדבר דורש טמפרטורה גבוהה יותר (160O C) וזמן ארוך יותר (לפחות שעתיים) מאשר חיטוי. זה מעשי ביותר עבור כלי זכוכית כאשר תנור נשלט על ידי טיימר אוטומטי זמין כך שעיקור וקירור יכולים להתרחש בן לילה. השימוש בכלי פלסטיק חד פעמיים ומעוקרים מראש הופך את התנור לפחות חשוב.

הלהבה ממבער גז עוקרת ביעילות חפצי זכוכית או מתכת קטנים, כגון לולאות חיסון, אך יש להימנע מ"טיגון "השמרים במגע עם חפצים המחוממים בלהבה. טובלים ממפיצי זכוכית באלכוהול ולאחר מכן משתמשים בלהבה להצתת האלכוהול. מניחים כלי מתכת כגון לולאות בלהבה עד שהם אדומים לוהטים. מצננים כלים חמים על ידי נגיעה בהם באגר או בפנים צינור זכוכית סטרילי. עם זאת, מכיוון שלהבות מסוכנות, ניתן וצריך להימנע משיטה זו במידת האפשר. גילינו שהבערה באמת נחוצה רק כדי לעקר לולאות חיסון וכלים קטנים. לא הצלחנו להוכיח שום ערך בהצת הפתחים של צינורות, בקבוקים או צלוחיות בניסויים אלה.

(4) עיקור עם אלכוהול

בהליכי ניסוי רבים, הדרך היעילה ביותר לעקר חפצים היא עם אתנול. או 95% או 70% יעבדו. האחרון למעשה יעיל יותר, אך לרוב הנוח יותר נוח. כמובן שיש לאפשר לאלכוהול להתאדות או להישרף לפני השימוש בחפץ במגע עם השמרים. השתמש בלהבה כדי לשרוף את האלכוהול, נר הוא בדרך כלל זול יותר ובטוח יותר מאשר מבער גז. האלכוהול, יותר מהחום, עושה את הסטריליזציה, אז פשוט "מדליקים" את האלכוהול כדי למזער את החימום ולהאיץ את התהליך. כמו כן, נגב את הספסל באלכוהול לפני התחלת ניסוי כדי להסיר אבק עמוס בעובש, המקור הנפוץ ביותר לזיהום. אם העור שלך אינו רגיש במיוחד, נגב גם את הידיים בכמות קטנה של אלכוהול.

(5) שמירה על דברים סטריליים

מקורות הזיהום הנפוצים ביותר במהלך ניסוי הם אבק, מהספסל, מהאוויר ומאנשים. זה מכתיב כמה עקרונות ברורים:
1) שמור על דברים מכוסים ככל האפשר.
2) אל תיגע בשום דבר שיבוא במגע עם התרבית ואם תיגע בו עקר אותו שוב לפני השימוש בו.
3) נגב את פני השטח סביב הניסוי עם אלכוהול ומזער את מערבולת האוויר.
4) הימנע מדבר, שירה, שריקה, שיעול או התעטשות בכיוון של דברים שצריכים להיות סטריליים. שיער ארוך, אם לא קשור לאחור, עשוי להוות מקור לזיהום.
5) שמרו על אזור מתאים להכנה, אחסון ושימוש במדיה סטרילית. למרבה הצער, צמחי בית, בעלי חיים וחומרים אחרים כגון דרוזופילה, הנפוצים בחדרי ביולוגיה, הם מקורות עובש רבים ויש להרחיק אותם מהאזור המשמש לניתוחים סטריליים.

(6) למד את הזיהום שלך כדי להימנע ממנו בפעם הבאה

אם חלק מלוחות האגר שלך מזוהמות, אתה יכול לעתים קרובות לדעת על ידי בחינת הצלחת כיצד הזיהום התרחש. אם המזהמים מוטבעים באגר, כנראה שהמזהם נשפך עם המדיום. אם הזיהום נמצא מתחת לאגר, הוא יכול היה להיות בתבשיל לפני שנמזג או נכנס אליו כשהמכסה נפתח למזיגה. אם הזיהום נמצא למעלה הוא יכול היה להיכנס לפני שהמכסה נסגר לאחר המזיגה, תוך פתיחת המכסה כדי למחוק עיבוי או בזמן חיסון הצלחת.

(7) התאם את הטכניקות לצרכיך

טכניקה סטרילית מתאימה חיונית לניסויים מיקרוביולוגיים מוצלחים, אך אמצעי זהירות מוגזמים יכולים להיות הפרעות רציניות. שמרים וחיידקים דורשים שיטות שונות מתרבית הרקמות. שמרים גדלים בחוזקה, עוברים את רוב הדברים, מלבד כמה פטריות חוטיות (מטושטשות) וכמה חיידקים. ניסויים יכולים להזדהם ועדיין לא ללכת לאיבוד כאשר תלמידים משתמשים בשמרים, כי השמרים יגדלו מספיק טוב, למרות הזיהום, כדי שניתן יהיה לקרוא את תוצאות הניסוי דרך הגידול הפוגע. לכן, היזהרו ביותר בעת הכנת ויצירת מדיה.

רוב הניסויים במדריך זה משתמשים באחד או שניים מסוגי המדיה הבאים:
1) מדיום מלא מבחינה תזונתית המכיל כמות לא אופטימלית של אדנין (YED),
2) מדיום מלא תזונתי המכיל עודף אדנין (YEAD),
3) מדיום מוגדר כימית חסר אדנין (MV),
4) מדיום מוגדר כימית עם אדנין (MV + Ade),
5) אמצעי ספורולציה (YEKAC),
6) מדיום המשמש לזיהוי מוטנטים קטנטנים (PETITE) ו
7) מדיום עשיר המשמש לאחסון זני שמרים (YEPAD).

אנו משתמשים בתקשורת המוכנת ממרכיבים זמינים מסחרית. ההוצאה הנוספת הקטנה של מרכיבים אלה מתפצת יותר על ידי האחידות והאמינות שלהם. החיסכון שניתן לממש באמצעות מרכיבים "תוצרת בית" קטן מהצפוי מכיוון שטרם מצאנו תחליף למרכיב היקר ביותר, אגר. למרות שמקורות נפוצים, כגון סוגים שונים של מיצי ירקות, יכולים לספק את מרבית המרכיבים האחרים, מצאנו כי הקרבת השחזור אינה מוצדקת.

מדיום YED (תמצית שמרים + דקסטרוז) יהיה אמצעי הגידול הסטנדרטי שלנו. הוא נקרא מדיום "מורכב" מכיוון שהוא עשוי מחומרים טבעיים (שמרים) והרכבו הכימי המדויק אינו ידוע. הוא מכיל את כל מה שיש בשמרים-כולל אדנין, כמובן-כך שהוא גם מדיום "שלם". מוטציות הדורשות אדנין אדומות גדלות היטב במדיום זה ומפתחות את הפיגמנט האדום האופייני.

מדיום YEAD (תמצית שמרים + אדנין + דקסטרוז) מכיל את אותם מרכיבים כמו YED אך יש בו עודף אדנין. מוטציות הדורשות אדנין אדומות גדלות היטב במדיום זה ולא יפתחו את הפיגמנט האדום האופייני.

מדיום YEPAD (תמצית שמרים + פפטון + אדנין + דקסטרוז) מכיל את אותם מרכיבים כמו YEAD אך הוספת פפטון. זהו מדיום עשיר מאוד המשמש לאחסון זני שמרים.

בינוני MV (מינימלי פלוס ויטמינים) הוא אמצעי המוגדר כימית, כלומר מורכב ממינימום המרכיבים הכימיים הטהורים הדרושים לתמיכה בצמיחת שמרים מסוג בר. נשתמש ב- MV כאשר נזדקק למדיום שאינו מכיל אדנין.

מדיום MV + Ade (מינימלי פלוס ויטמינים + אדנין) מכיל את אותם המרכיבים כמו MV אך יש לו עודף אדנין.

YEKAC (תמצית שמרים בתוספת אשלגן אצטט) משרה שמרים דיפלואידים להסתובב ולעבור מיוזה. זה לא מאוזן מבחינה תזונתית ולכן מעט מאוד צמיחה תתרחש.

מדיום PETITE מכיל גליצרול כמקור הפחמן ומשמש לזיהוי מוטציות מושבות קטנות. תאים קטנים לא יצמחו על המדיום הזה.

מתכונים למדיה לגידול אגר

אם אתה משתמש בתערובת ארוזה מראש בצע את ההוראות שעל האריזה. אם אתה שוקל מרכיבים יבשים השתמש במתכונים הבאים. המתכונים ניתנים להכנה של 100 מיליליטר. אם אתה רוצה להרוויח יותר, פשוט הכפל את הסכומים כדי לקבל את הנפח שאתה רוצה. דוגמה: כדי ליצור 500 מיליליטר הכפל כל מרכיב ב-5. אל תכניס יותר מ-600 מיליליטר לבקבוק של 1000 מיליליטר. אם אתה ממלא מכלים מלאים מדי הם עלולים להתבשל במהלך תהליך העקר. זה לוקח בערך 25 מיליליטר של מדיום לשפוך צלחת סטנדרטית אחת של 100 על 15 מ"מ. (ניתן להכין מדיה נוזלית מהמתכונים הללו על ידי השמטת האגר).

תמצית שמרים דקסטרוז בינונית (YED):

1 גרם תמצית שמרים
2 גרם דקסטרוז נטול מים (גלוקוז)
2 גרם אגר (אגר-אגר גומי אגר)
100 מ"ל מים

תמצית שמנת אדנין דקסטרוז (YEAD):

1 גרם תמצית שמרים
2 גרם דקסטרוז נטול מים (גלוקוז)
2 גרם אגר (אגר-אגר גומי אגר)
8 מ"ל פתרון מלאי אדנין
92 מ"ל מים

תמצית פפטון אדנין דקסטרוז לתמצית שמרים (YEPAD):

1 גרם תמצית שמרים
2 גרם פפטון
2 גרם דקסטרוז נטול מים (גלוקוז)
2 גרם אגר (אגר-אגר גומי אגר)
8 מ"ל פתרון מלאי אדנין
92 מ"ל מים

1 גרם תמצית שמרים
0.025 גרם דקסטרוז נטול מים (גלוקוז)
2.4 מ"ל גליצרול
2 גרם אגר (אגר-אגר גומי אגר)
98 מ"ל מים

0.15 גרם בסיס חנקן שמרים ללא חומצות אמינו ואמוניום סולפט
0.52 גרם אמוניום סולפט
2 גרם דקסטרוז נטול מים (גלוקוז)
2 גרם אגר (אגר-אגר גומי אגר)
100 מ"ל מים

Minimal Media Plus Adenine (MV + ade):

0.15 גרם בסיס חנקן שמרים ללא חומצות אמינו ואמוניום גופרתי
0.52 גרם אמוניום גופרתי
2.0 גרם דקסטרוז נטול מים (גלוקוז)
2.0 גרם אגר (אגר-אגר גומי אגר)
8.0 מ"ל פתרון מלאי אדנין
92 מ"ל מים

1 גרם אשלגן אצטט
0.25 גרם תמצית שמרים
2 גרם אגר (אגר-אגר גומי אגר)
100 מ"ל מים

400 מ"ג אדנין ב -400 מ"ל מים (1 מ"ג/מ"ל)
אחסן בטמפרטורת החדר.
השתמש בפתרון מלאי של 2 מ"ל עבור 100 מ"ל של מדיום הפחת את המים שהוסיפו למדיום ב -2 מ"ל.

דיסני נייר של אדנין סופג

1.25 גרם אדנין
150 מ"ל מים מזוקקים
דיסקים נייר סופג אמנותיים
מוסיפים אדנין למים המזוקקים בכוס גדולה מספיק כדי שהתמיסה לא תרתיח. מרתיחים חמש דקות. הוסף דסקיות נייר סופג והרתיח עוד חמש דקות. הסר את הדיסקים עם מלקחיים סטריליים למיכל מכוסה סטרילי כגון צלחת פטרי. מניחים אותם בשכבה אחת ומניחים להם להתייבש מספר ימים.

עבור רבים מהניסויים לטווח הקצר ניתן "לעקר" מים על ידי רתיחה.
1) מניחים את המים בכלי מכוסה רופף,
2) מניחים את המיכל בתבנית מים רותחים למשך 15 דקות,
3) לאחר שהוא מתקרר מהדקים את המכסה של מיכל המים.

כנראה שדרך טובה יותר להכין מים סטריליים היא למקם את מיכלי המים המכוסים באופן רופף בתוך חיטוי או סיר לחץ ולאחר מכן לעקר את המים באותם תנאים המשמשים לאמצעי גידול.

ג. טמפרטורת הדגירה ושיעורי הצמיחה

טמפרטורת הגידול האופטימלית עבור זנים אלה היא בערך 30O C, אך הם יגדלו בצורה משביעת רצון בטווח רחב בהרבה. כל הניסויים הללו ניתנים לביצוע בטמפרטורת חדר נוחה, אך השמרים סובלים כמעט כל טמפרטורה שאנשים יכולים. עם זאת, הטמפרטורה תשפיע על קצב הגידול. בטמפרטורות נמוכות יותר התאים יגדלו לאט יותר, ויש לקבוע את הקצב בניסוי. זמני הדגירה המוערכים בניסויים אלו מבוססים על דגירה בטמפרטורות בטווח של מעלה או שתיים של 30O C.

למעשה, אפשר להאט את השמרים על ידי צינון כדי לגרום לניסויים להתאים ללוחות הזמנים של השיעורים. כל שעליך לעשות הוא לקרר או רק לצנן צלחות בשלבים שונים כדי להאט את הצמיחה. עם זאת, זכור כי לאחר שהתרבות הונחה במקרר, עשויה להיות פרק זמן של מספר שעות לפני שהיא מתחילה לצמוח שוב. כמובן שאם הוא הגיע לשלב הנייח הוא לא יגדל עוד בכל טמפרטורה.

למעשה ניתן לאחסן זני שמרים לתקופות ממושכות במקרר בטמפרטורות ממש מעל ההקפאה. חלק מהזנים ימשיכו לגדול, אם כי לאט מאוד, בטמפרטורות אלו, אך רובם יישארו קיימא במשך שבועות או חודשים, וחלקם למשך שנים.

יש להימנע מטמפרטורות מעל 30 ° C. למרות שתאים יגדלו בטמפרטורות גבוהות יותר, הם צוברים מוטציות קטנטנות לא רצויות והספורולציה מעוכבת מאוד. הפיגמנט האדום במוטציות אדנין מעוכב גם בטמפרטורות גבוהות יותר. הכי בטוח לדגור תרבויות שמתבצעות בהן בטמפרטורת חדר נוחה.

דגירה תרבויות בחושך או באור מופחת ככל שנוח. למרות שאינה קריטית, חשיפה ממושכת לאור החדר הרגיל או לאור בהיר יותר תפחית את הכדאיות של התאים המכילים את הפיגמנט האדום. זן רגיש UV G948-1C/U לא אמור להיות בעל חשיפה ממושכת למקורות אור.

לצמיחה אופטימלית, וכדי שהפיגמנט האדום יתפתח, הצלחות חייבות להיות אירוביות. אנו דוגרים צלחות בשקיות אחסון מזון פלסטיק פתוחות. מספיק חמצן זמין כשהשקיות פתוחות כדי לתמוך בנשימה אירובית. שקיות ניילון מונעות מהצלחות להתייבש מהר מדי, מגינות עליהן מפני זיהום ומקלות על נשיאתן מבלי לשפוך.

ד. שימוש בקיסמים ולולאות חיסון

לרוב המטרות הדרך הקלה ביותר להעביר שמרים ממקום אחד על מדיום אגר היא בעזרת קיסם סטרילי. הקיסם בסגנון שטוח קל יותר לשימוש מהסגנון העגול. הקצה המחודד שימושי לקטיף דגימות ממושבות בודדות או ליצירת כתמים קטנים או פסים. הקצה השטוח טוב לפיזור השמרים, לפזרתם לבידוד מושבות בודדות ולערבוב. קיסמים הם סטריליים ישירות מהקופסה כל עוד הקופסה לא זוהמה. פשוט חצו לרוחב פינה אחת כדי ליצור חור קטן (בערך 1/4 עד 1/2 אינץ ') והקופסא תשמש כמתקן. הקיסמים בקופסה מצביעים לשני הכיוונים, אבל אתה יכול בקלות לבחור את הקצה שאתה מעדיף לכל משימה. כמובן שיש לדאוג לטפל בכל קיסם רק עד הסוף שלא יגע בשמרים או במדיום.

הקיסם מהווה חלופה ללולאת החיסון המסורתית, הזמינה מסחרית, אפילו בפלטינה. אנו יוצרים לולאות חיסון משלנו מחתיכת מוט פליז בגודל 6 עד 8 אינץ '(כפי שמשמש להלחמה) וחוט ניכרום. קדחו חור קטן ליד קצה המוט כדי לעגן את החוט, הכניסו את קצה החוט לתוך החור, עטפו מספר סיבובים סביב המוט והשאירו סנטימטר או שניים של חוט ישר. בקצה החלק הישר יוצרים לולאה עם צבת אף מחט. להלהב את החוט במבער בונזן עד שהוא זוהר באדום כדי לעקר אותו לפני כל שימוש, וכמובן לתת לו להתקרר לפני שהוא נוגע (או מטגן) בשמרים. נגיעה בו לאגר מקררת אותו מיד.

ישנן מספר דרכים להפיץ תאים. הם משתמשים בסוגים שונים של ציוד פיפטציה ובשיטות שונות להזזת התאים על פני האגר.
שיטת ציפוי יצוק כמותי
שיטה זו דורשת הכנה של צינור דילול סופי נפרד לכל צלחת ואז כל תכולת הצינור נשפכת על פני האגר. לשיטה זו יתרון בכך שאינה מצריכה שימוש בלהבה. יש לו את החיסרון שהוא לא ניתן לשחזור אותו.

1. צור סדרת דילול של 1 עד 10 של השעיות של תאי שמרים.
2. פיפטה 0.1 מ"ל מההשעיה המתאימה לצינורית סטרילית המכילה 0.9 מ"ל מים סטריליים. מערבולת הצינורית כדי להשעות את התאים ואז לשפוך את כל התוכן של הצינור על פני השטח של המדיום אגר. הטה וסובב את הצלחת כדי להפיץ באופן שווה את ההשעיה על פני האגר.
3. אם יש כתמים שלא מתכסים השתמשו בקיסם סטרילי כדי לפזר את התרחיף על האזורים הלא מכוסים.

יש לאפשר להשעיה להיספג באגר לפני שהצלחות נחשפות לטיפול הניסיוני. כדי להאיץ את התהליך מכינים את צלחות האגר מספר ימים מראש ונותנים להם להתייבש מעט לפני שאתם שופכים על השעיית השמרים.

סעיף וידאו דילול סדרתי & ספירת תאים קיימא ממחישה את שיטת הציפוי.

שיטת פיזור כמותית
כאשר אתה רוצה נתונים מדויקים, עדיף להשתמש בשיטת ציפוי חלופית. תרחיף התא מועבר במדויק על פני השטח של האגר ולאחר מכן מורחים עם מפזר סטרילי. ישנם שני סוגים של מפזרים:

אין מפזר מהדק נייר להבה
אתה יכול בקלות להכין מפזר רב פעמי זול על ידי יישור שני עיקולים בתוך מהדק גדול, והשאיר קצה בצורת סיכת שיער למריחה וידית ישרה בזווית ישרה אליו. אתה יכול לעקר כמה ממרחים יחד בכוסות מכוסות או עטוף בנייר כסף או נייר.
מפזר זכוכית בוער
אם יש לך את הציוד והכישורים לעבודה עם מוט זכוכית אתה יכול להכין מפזר זכוכית פשוט על ידי חימום וכיפוף קטע של סנטימטר אחד בקצה חתיכת מוט זכוכית קצרה. ניתן לרכוש גם מפזרים אלו.

1. צור סדרת דילול של 1 עד 10 של השעיות של תאי שמרים.
2. השתמש בקצה פיפטה טרי כדי להעביר על משטח האגר 0.1 מיליליטר מההשעיה המתאימה. חבטו את הצינור לפני לקיחת הדגימה. אם אתה עושה צלחות מרובות אתה יכול להטביע תאים לתוך כל צלחת באמצעות אותו קצה פיפטה ולאחר מכן לפזר אותם מבלי להבעיר את המפזר בין כל צלחת.
3. עקר את המפזר באתנול 95% ולאחר מכן העבר את המפיץ דרך להבה להצתת האלכוהול. החזק את המפזר בזהירות עד שכל האלכוהול על המפזר נשרף לחלוטין. השימוש בלהבות אלכוהול הוא צעד מסוכן ודורש טיפול והשגחה צמודה של המורה.
4. מצננים את המפזר על ידי נגיעה בו באגר. השתמש בצד השטוח כדי לפזר את ההשעיה על פני השטח ולאחר מכן השתמש בחלק המעוגל של המפזר כדי לבצע משיכות חופפות. סובבו את הצלחת ב-90 מעלות וחזרו על תהליך ביצוע משיכות חופפות. ניתן להחזיק את המכסה מעל הצלחת כדי למזער את הזיהום. הימנע מפיזור התרחיף לקצה שבו הוא יכול לרדת בין האגר לדופן צלחת הפטרי.

קטע וידאו באמצעות שמרים למדידת UV סולארית, ממחיש שיטת ציפוי מפזר זכוכית להבה.

שיטת ציפוי איכותית למזיגה לייצור מדשאות של תאים
שיטה זו מייצרת גידול אחיד ועבה של תאים (מדשאה) על פני צלחת האגר. זוהי שיטה מהירה והיא שימושית למגוון ניסויים איכותיים.

1. הפוך השעיה עכורה של תאי שמרים.
2. פיפטה 1.0 מ"ל של ההשעיה על פני השטח של המדיום אגר. הטה וסובב את הצלחת כדי להפיץ באופן שווה את ההשעיה על פני האגר.
3. אם יש כתמים שלא מתכסים השתמשו בקיסם סטרילי כדי לפזר את התרחיף על האזורים הלא מכוסים.

כמו בשיטת הציפוי הכמותי, יש לתת לתרחיף להיספג באגר לפני שהצלחות נחשפות לטיפול הניסיוני. אם תכין את צלחות האגר מספר ימים מראש ותתן לה להתייבש מעט לפני שאתה שופך על השעיית השמרים תזרז את התהליך.

קטע וידאו השפעת UV שמש על תאים ממחיש את שיטת המזיגה של ציפוי לדשא.

פ. מיקרופיפטורים אוטומטיים, פיפטות סרולוגיות ופיפטים חד פעמיים

פיפטטורים אוטומטיים הם סוסי העבודה של הביולוגיה המולקולרית המודרנית והמיקרוביולוגיה. הם מהירים ומדויקים וחוסכים זמן רב ותסכול. הניסויים במדריך זה קוראים לעיתים קרובות לשימוש בפטפטר של 0.1 מיליליטר. למרות שהם יקרים יחסית, הם הופכים את העבודה למהירה כל כך שאפשר בקלות לחלוק אותה על ידי מספר סטודנטים או קבוצות מעבדה. אתה תשתמש בו להכנת דילולים סדרתיים ולציפוי תאים על אגר. הטיפים הסטריליים ארוזים במכשירי פלסטיק רב פעמיים. התאמן בשימוש בפיפטור עם מים עד שתרגיש בנוח איתו. (אם אין זמינים מיקרו -פטיטורים אוטומטיים אפשר להחליף פיפטות חד פעמיות, נפט סרולוגי או צינורות נימים מדורגים)

1. לחץ על הקצה הקטן של הטפטפת בחוזקה לתוך הקצה הפתוח של קצה כשהקצה עדיין במכשיר.
2. כדי למלא אותו, לחץ באיטיות על הבוכנה עד שתחוש התנגדות, אך לא עד כמה שאפשר. לטבול את הקצה בתמיסה ולאחר מכן לשחרר לאט את הבוכנה. אם טיפות כלשהן נצמדות לקצה, נגב אותן בשולי המיכל.
3. הניחו את הקצה לתוך הנוזל בצינור שאליו אתם מפלחים ולחצו לאט את הבוכנה. הפעם לחץ עליו ככל האפשר כדי לגרש את כל המדגם. הסר את קצה הפיפטור מהפתרון, שחרר את הבוכנה וזורק את הקצה.

ניתן להשתמש בפיפטורים סרולוגיים ובמשאבות פיפטות במקום בפיפטורים אוטומטיים. פיפטות אלה יתנו מדידות נפח מדויקות מאוד. אפשר לרכוש פיפטות סרולוגיות מוקדמות בכמה גדלים. עליך להצטייד בסט של משאבות פיפטות זמין עבור התלמידים לשימוש עם פיפטות אלה. זכור כי לעולם לא נוהג להשתמש בפה שלך כדי לשאוב נוזלים לתוך פיפטה. אפילו לא מים סטריליים!

פיפטות נורות חד פעמיות מקובלות גם על רוב הניסויים במדריך זה. שלוש טיפות מפיפטה בצורת מיליליטר אחד שוות בערך ל-0.1 מ"ל. מדידות הנפח אינן כל כך מדויקות אך פיפטות אלו זולות ואינן מצריכות שימוש במשאבות פיפטות. ניתן לרכוש גם את הפיפטות הללו מראש ומעוטרות בנפרד. העטיפות של פיפטות מרוסקות מספקות מחזיק סטרילי נוח לפיפטה במהלך ההליך הניסיוני.

ג. הכנת תת -תרבות של שמרים

חומרי הזנה של שמרים יכולים להיות מסופקים על ידי תווך מוצק או נוזלי. כאשר זני השמרים מגיעים מספק הם בדרך כלל גדלים על נטיות אגר. אם אתה שומר את האלכסונים האלה סגורים היטב בקירור אתה יכול לאחסן אותם עד שנה. הנטיים הקטנים יותר מאפשרים לך להשתמש בקיסמים כדי להזיז את השמרים. עדיף שתהיה לך תרבויות טריות לניסויים שלך. אז יום לפני שאתה מתכוון להשתמש בשמרים העברת מספר קטן של תאים מתרבית המניות למדיום טרי (בדרך כלל YED). אתה יכול להשתמש בלולאה להבה להעברת התאים אך קיסם סטרילי בדרך כלל קל יותר. גע בקיסם בתאים בנטייה שאינך צריך כדי להעביר תאים רבים. צור פס של תאים על פני האגר נסו לא לנקר את פני האגר. הליך זה לגידול שמרים טריים נקרא תת -גידול. עליך לתת תרבות לפחות 12 שעות לפני שאתה מתכוון להשתמש בשמרים.

לפעמים תרבויות יישלחו ממרכזי מניות שמרים על ניירות חלב. להכנת תת -תרבות טרייה: פותחים את נייר הכסף באופן סטרילי ובעזרת מלקחיים סטריליים מניחים את הריבוע הקטן של נייר החלב על צלחת YED סטרילית. אם תנגב את הנייר על פני האגר מספר פעמים אתה אמור לקבל מושבות בודדות לשימוש וכתם גדול של תאים יגדל במקום בו הניח מונח. ייקח בין 3 ל-5 ימים עד שזנים רבים שתורבתו בדרך זו יגדלו לגודל מתאים. תרבויות הנשלחות בדרך זו פגיעות פחות לתנאי מזג אוויר קשים וזמני נסיעה ארוכים.

ח. בידוד מושבות בודדות

ניסויים רבים דורשים גידול מושבות מתאים בודדים. זה מושג בקלות על ידי פשטות תרבויות החוצה על צלחת אגר עם הקצה השטוח של קיסם. מטרת הטכניקה היא לדלל את התאים על פני האגר בפסים רצופים וחופפים, עד להפרדה או הפצה של תאים בודדים ליצירת מושבות בודדות מבודדות. האיור שלהלן ממחיש את הטכניקה, אותה עליך לתרגל עד שאתה בקיא.

הצעד הראשון הוא ליצור פס בודד וקצר של תאים (באורך של כ-2 ס"מ) ליד קצה האגר בצלחת פטרי. בעזרת קיסם טרי, יוצרים רצף שני וחופף, בזווית של כ -15 מעלות לזה הראשון, וגוררים תאים מהרצף הראשון לאגר טרי. צור עוד כמה פסים מקבילים עם אותו קיסם. לאחר מכן קח קיסם חדש וחזור על התהליך החל מסוף הפס האחרון. חזור על רצף זה עד שכל הצלחת מכוסה. מכיוון שאוכלוסיית התאים המיוצרת מתא חד -הורית היא שיבוט, זהו תהליך לשיבוט שמרים. אם תרבות אינה טהורה, מכל סיבה שהיא, הדבר מספק שיטה לבידוד שיבוטים טהורים. ניתן להשיג את אותה תוצאה באמצעות לולאה להבה ומצוננת בכל שלב בו משתמשים בקיסם טרי. גישה זו איטית יותר, ומסכנת לטגן את התאים.

בכמה ניסויים אנו מעבירים תרבויות רבות מסוג אחד של מדיום לסוג אחד או מספר אחרים, כדי לקבוע את דרישות הצמיחה של התרבויות. ניתן לעשות זאת באמצעות קיסמים או לולאות, אך אם יש הרבה זנים להעברה זה הופך להיות מייגע. שיטה פשוטה ומהירה-ציפוי העתק-מילאה תפקיד מרכזי בהתפתחות הגנטיקה החיידקית והיא אחת מחוסכות העבודה הגדולות בכל הזמנים. הניסויים המתוארים להלן ניתנים לביצוע ללא טכניקה זו, אך היא מרתקת לביצוע ושווה את הטרחה להגדיר אותה. אפילו בניסויים צנועים, המאמץ הוא השקעה טובה לטווח הארוך.

העיקרון של ציפוי העתק הוא זה של חותמת גומי.

חותמת קטיפה מכותנה משמשת להחתמת העתק של תבנית התאים הגדלים בצלחת אחת לצלחת אחת או יותר. המתקן מורכב ממחזיק גלילי לקטיפה שגודלה בדיוק מתאים לחלק התחתון של צלחת פטרי, וטבעת כלשהי שתחזיק את הקטיפה במקומה. עבור צלחות פלסטיק סטנדרטיות 10 ס"מ, הקוטר המתאים הוא כ-3.3 אינץ'. המחזיק יכול להיות גליל מעץ, מתכת, פלסטיק או כל חומר אחר שאתה יכול לייצר. זה יכול אפילו להיות פחית מזון של קילו אחד או מיכל גלילי כבד אחר אם התחתית שטוחה. (עיגול שנחתך ממגש בשר קצף יוצר משטח שטוח טוב להניח על פחית מזון) הטבעת שתוכל להחזיק את הקטיפה יכולה להיות מהדק צינור גדול, חפץ אחר שנמצא או אפילו גומייה גדולה.

הקטיפה, כמובן, חייבת להיות מעוקרת, ובדרך כלל צריך לטשטש קטיפה מכותנה שזה עתה חתוך עם פיסת מסקינטייפ לפני שהיא עוברת עיקור. חיטוי וייבש אותו ביסודיות. אנו משתמשים בריבועים בגודל שישה אינץ', אותם אנו עורמים ועוטפים בנייר, מבצעים חיטוי ואז מייבשים על הגדרת הוואקום. אם אין אוטוקלאב זמין, יבש אותם בתנור חם או פשוט תן להם לשבת על השיש עד שהם מתייבשים. כדי לעשות שימוש חוזר בריבועי הקטיפה, שוטפים אותם במים רגילים ומעקרים מחדש. ניתן להשתמש בבדים אחרים כגון מספר שכבות של גזה מכותנה במקום קטיפה מכותנה.

כדי לשכפל צלחת, הפוך את הצלחת הראשית, זו שעליה השמרים, מעל הקטיפה שעל המחזיק ולחץ בחוזקה את הצלחת על פני הבד הסטרילי. ואז לאט לאט לקלף את הצלחת ולהשאיר העתק או הדפסה של תבנית התא על הקטיפה. העבירו את ההעתק על הקטיפה לאחת או לסדרה של צלחות סטריליות על ידי לחיצה על כל צלחת בעדינות על הקטיפה והוצאתה. אפשר לעשות עד 20 העתקים מצלחת אב אחת במידת הצורך. ההליך מודגם באיור 13.

האופן שבו מוציאים את הצלחת מהקטיפה שולטת בכמות השמרים המועברת מקטיפה לצלחת או מצלחת לקטיפה. אם תקלפו את הצלחת הראשית מהקטיפה בתנועה איטית וגלגול, יישארו יותר שמרים על הקטיפה מאשר אם תוציאו אותה בתנועה אנכית מהירה. רצוי להעביר כמה שפחות תאים ועדיין להיות מסוגל לראות את ההדפסה של התאים על צלחת ההעתק.

ג'יי. הערכת מספר תאי השמרים בתרבות

ישנן דרכים רבות לספור תאים ישירות, כאשר הנפוצות ביותר עושות שימוש בתאי ספירה עבור המיקרוסקופ או מוני החלקיקים האלקטרוניים. לאלה יש ערך מלמד מועט בגנטיקה, ואינם מתאימים לשימוש כללי בכיתה. לכן, עיצבנו ניסויים שאינם תלויים בספירת חלקיקים מדויקת. כאשר יש צורך בספירת תאים, אנו קובעים אותם ממספר המושבות שעל הצלחות (ראה נהלי דילול וציפוי).

אולם ניסויים רבים דורשים לערוך אומדנים משוערים של מספר התאים בהשעיה נוזלית על מנת לקבל מספר סביר של מושבות. לשם כך תשתמש באחד המכשירים האופטיים המתוחכמים והרגישים ביותר שקיימים: העין האנושית. עם מעט תרגול מפתיע, אתה יכול ללמוד להעריך את מספר התאים בהשעיה על ידי הסתכלות עליו בלבד.

הערכה ויזואלית של צפיפות התאים מבוססת על הסף החד למדי של העין לתצפית עכירות. כאשר נצפים בצינור רגיל בגודל 13 x 100 מ"מ, מתלי שמרים של פחות ממיליון תאים למ"ל אינם עכורים בעליל. מעל צפיפות סף זו הם עכורים בעליל. על ידי התאמת מספר התאים בתרחיף עד שכמעט ולא נראה, אתה יכול להשיג תרחיף בצפיפות ידועה (כ-1 x 106 תאים/מ"ל) ולאחר מכן להשתמש בדילול סדרתי כדי להשיג ריכוזים אחרים. (ראה גם את הניסוי דילולים סדרתיים וספירת תאים קיימא)

  • צינורות תרבית סטריליים עם מכסה של 13 x 100 מ"ל
  • מים סטריליים
  • פיפטות סטריליות של 1 מ"ל (פיפטות חד פעמיות נורות או פיפטות סרולוגיות ומשאבת פיפטה)
  • מיקרופיפטור וטיפים סטריליים (אופציונלי)

ק. נהלי דילול וציפוי

בניסויים רבים יש להפיץ מספר תאים ידוע בערך על צלחת כדי לצמוח למושבות. אנו משתמשים בדילולים סדרתיים, מבצעים מספר דילולים קטנים, בזה אחר זה, במקום לבצע דילול אחד גדול. השיטה חוסכת חומר ומונעת שימוש בכמויות גדולות שקשה למדוד אותן ולעקר אותן.

  • צינורות תרבית סטריליים עם מכסה של 13 x 100 מ"ל
  • מים סטריליים
  • פיפטות סטריליות של 1 מ"ל (פיפטות חד פעמיות נורות או פיפטות סרולוגיות ומשאבת פיפטה)
  • מיקרופיפטור וטיפים סטריליים (אופציונלי)
  • מהדק או מפזר זכוכית: התאים מופצים על פני השטח של האגר בעזרת מפזרים.

איור 12: אסטרטגיית ציפוי דילול טורי
א. הכן השעיה המכילה כ 1 x 106 תאים/מיליליטר במים סטריליים על פי ההליך המתואר ב הערכת מספר תאי השמרים בתרבות.
ב. מטפטפים 0.9 מ"ל מים סטריליים לכל אחת משלוש הצינורות וסמן אותם. אנו ממליצים ליצור תרשים במחברת המציג את ההליך ואת משמעות התוויות שלך.
ג. Resuspend התאים בהשעיה המקורית. הסר 0.1 מ"ל עם המיקרו -פיפטור וקצה טרי והעבר אותו לאחת מצינורות המים. ואז לדפוק את הצינור כדי להשעות את התאים.
ד. חזור על ההליך באופן סדרתי, בעזרת פיפטה או קצה פיפטה טרי לכל אחת מהצינורות הנותרות, כך שכל צינור מכיל 1/10 מספר התאים כמו הקודם. הדילול השלישי צריך להכיל בערך 1 x 103 תאים/מ"ל.

ציפוי הדילולים:
אם אתה מצפה שכל התאים יגדלו, אז תוכל לצלוח רק את הדילול הסופי, שכן הצינורות האחרים יהיו מרוכזים מדי והצלחות העשויות מהן יכילו יותר מדי מושבות לספור. עם זאת, בניסויי הקרינה תשתמש בדילול המכילים יותר תאים כדי לפצות על המספר המופחת של תאים ששורדים הקרנה. בדרך זו תוכלו להשיג מספר מושבות אופטימלי לספור על כל צלחת, גם כאשר רוב התאים מתים.

ה. יהיו לך נתונים טובים יותר אם תבצע את כל הציפויים בשכפול או בשלושה עותקים. תחילה סמן את הלוחות באמצעות עט סימון (פיילוט SC-UF או שארפי). (כמו כן תשתמש באותו סוג עט לסימון המושבות כאשר תספור אותן.) אנו ממליצים שתזהה כל צלחת עם מספר הזן, המינון (לניסויי קרינה), דילול מצופה וראשי התיבות שלך, אך ייתכן שתעדיף כדי לקודד מידע זה בהערות שלך ולשים את האותיות או המספרים על הצלחת. כתוב רק על המכסה או באותיות קטנות בקצה התחתית, והשאיר את החלק התחתון נקי לסימון המושבות כאשר אתה סופר אותן.

ו. Resuspend התאים בכל צינור על ידי חבטה בו לפני לקיחת דגימה, ולאחר מכן pipet 0.1 מ"ל על המרכז של כל אחת הלוחות כפולים. אם אתה משתמש במפזרים מהדק נייר קח מפזר סטרילי מהמעטפה. אם אתה משתמש במפזר זכוכית קח אותו מהאלכוהול, הדלק אותו בלהבה, ואחרי שהלהבה נשרפת, גע בו לאגר של אחת הצלחות הרחק מהתאים. מורחים את התאים על פני השטח עם מפזר אחד, דואגים לשמור על התאים לפחות 0.5 ס"מ מקצה האגר. (אם אתה משתמש בשיטת הציפוי מטפטף 0.1 מ"ל מהתרחיף לתוך 0.9 מ"ל מים סטריליים. מערבבים את התאים למים. יוצקים את כל התערובת על משטח האגר ואז הטה וסובב את הצלחת עד שהתערובת מתפזרת באופן שווה על פני האגר.)

ל. בדיקה מיקרוסקופית של שמרים

הדרך הקלה ביותר לבחון שמרים מתחת למיקרוסקופ היא להסתכל עליהם ישירות על הצלחת. זה עובד רק עם מטרות בעלות עוצמה נמוכה (פי 10) מכיוון שהספקים גבוהים יותר מתקרבים מדי לאגר ומערפלים. כדי לראות פרטים נוספים, צור שקופית הר רטובה. שים טיפת מים על שקף מיקרוסקופ. מעבירים כמות קטנה של שמרים למים בעזרת קיסם סטרילי ומערבבים מעט. ואז לשים גלישת כיסוי על השעיית השמרים בשקופית. אם מספר תלמידים אמורים לצפות בהכנות, אטמו את תלוש המכסה לשקופית בעזרת לק אצבע והשקף יהיה ניתן לצפייה למשך מספר שעות. טבילה בשמן לא צריכה להיות הכרחית ורק לצורך התבוננות בצורות התאים אין צורך להכתים אותן. בשיטות מכתים מתאימות ניתן לראות את הגרעין, אך כרומוזומי השמרים קטנים מכדי לראותם ברוב המיקרוסקופים האור.

להדגמות בכיתה כדאי להשתמש במיקרוסקופ וידאו. ישנם מספר מיקרוסקופי וידאו טובים מאוד זמינים בשוק. אם אין לך אחת כזו אפשר להשיג הרבה מאותן תוצאות בעזרת מיקרוסקופ בכיתה ומצלמת וידאו ביתית. כאשר אנו מביטים דרך מיקרוסקופ עינינו ממוקדות באינסוף. אם נמקם מצלמת וידאו קרוב לעינית המיקרוסקופ ונכוון את מיקוד המצלמה לאינסוף היא "תראה" את אותו הדבר כמו העיניים שלנו. זה עוזר לחתוך אור שנכנס מהצד על ידי עטיפת עדשת המצלמה והמיקרוסקופ בעיניים עם פיסת בד כהה או רדיד אלומיניום.

הניסויים עושים שימוש בזנים הבאים:

זנים מסוג פרא: יגדלו על מדיה MV או YED
HA0: סוג הזדווגות א
HB0: הזדווגות סוג א

זנים אדומים הדורשים אדנין מסוג בר עבור ADE2 יגדלו על מדיה YED או MV + אדנין
HA1: סוג הזדווגות א ade1
HB1: הזדווגות סוג א ade1

זנים אדומים הדורשים אדנין מסוג בר עבור ADE1 יגדלו על מדיה YED או MV + אדנין
HA2: סוג הזדווגות א ade2
HBR: זהה ל- HA2
HB2: זיווג סוג א ade2
HBR: זהה ל- HB2

מוטציות כפולות אדומות הדורשות אדנין יגדלו במדיה YED או MV + אדנין
HA12: סוג הזדווגות א ade1 ade2
HB12: סוג הזדווגות א ade1 ade2

לבן, טריפטופן הדורש מוטציות: יגדל ב- YED או MV + טריפטופן
כובע: סוג הזדווגות א trp5
HBT: הזדווגות סוג א trp5

מוטציות כפולות אדומות הדורשות אדנין וטריפטופן הדורשות גידול על מדיום YED
HART: סוג הזדווגות א ade2 trp5
HBRT: הזדווגות סוג א ade2 trp5

אדום, דורש אדנין, דורש לאוצין גדל על מדיום YED
HA1L: סוג הזדווגות א ade1 leu2

זן רגיש לאולטרה סגול חסר בתיקון כריתה, תיקון נוטה לטעויות והפעלה מחדש
גדל על מדיה MV או YED
G948-1C/U: סוג הזדווגות א rad1 rad18 phr1

הזנים ידועים גם בכינויים החלופיים הבאים
BSCS גנטיקה של שמרים ירוקים
גרסה טקסט מרכז מלאי
HA0 a1 XP837-S10
HB0 a1 XP837-S11

HA1 XP300-38B
HB1 XP823-S34

HA2 a2 XP832-S25
HAR a2 XP832-S25

HB2 a 2 XP820-S4
HBR 2 XP820-S4

HA12 XP300-29C
HB12 XP300-40C

כובע a3 XP837-S5
HBT a 3 XP837-S6

HART a4 XP837-S8
HBRT 4 XP837-S9

נ. הקרנת שמרים עם קרינה אולטרה סגולה

מנורות UV-C סטנדרטיות קוטלי חיידקים, שהן צינורות פריקת אדי כספית בלחץ נמוך, מהוות מקור UV אידיאלי
להקרנת שמרים מסוג פרא עם אנזימי תיקון DNA רגילים. פנסי החצר של השמש או הקוורץ טובים
מקורות UV להקרינת זנים מוטנטים של שמרים חסרים אנזימים תקינים של DNA.

מנורות UV-C סטנדרטיות קוטלי חיידקים הן צינורות פלורסנט נפוצים ללא ציפוי פלורסנטי ועם מעטפה
שהוא שקוף עד אולטרה סגול. ספקטרום הכספית בלחץ נמוך הוא ספקטרום קו עם הבולט ביותר
קו בעל אורך גל של 253.7 ננומטר. זה למזלנו קרוב ל-260 ננומטר האופטימלי עבורם
ספיגה על ידי DNA.

העיצוב של U.V. לשכת הקרינה מוכתבת על ידי מספר שיקולים, כשהחשוב ביותר הוא בטיחות.
(ראה הוראות לבניית תא קרינת UV) הקרינה הנפלטת על ידי מנורות קוטל חיידקים תגרום
כוויות כואבות ומסוכנות בעיניים ובעור ולכן הן חייבות להיות מוגנות ביעילות. חשיפה לתאים לא יכולה להיות
נשלט על ידי הפעלה וכיבוי של המנורה מכיוון שעוצמת הפלט של המנורה היא חזקה
תלוי בטמפרטורה. לכן, הוא חייב להיות מוקף בקופסה מוגנת עם מנגנון תריס כדי שתוכל להתחמם
עד לטמפרטורה קבועה לפני השימוש. הדלת והתריס חייבות להיות משולבות כך שלא יוכלו שניהם
להיות פתוח במקביל.

נוהל הפעלה עבור תא קרינת UV:

1. חבר את המנורה והדלק אותה. אתה יכול לדעת בבטחה מתי המנורה דולקת על ידי ראיית נורית החיווי.
2. אפשר למנורה להתחמם במשך 30 דקות, אם אפשר.
3. מרכז את צלחת הפטרי להיחשף על הסימן שבתחתית הקופסה, הסר את מכסה הצלחת, הורד בעדינות את
הדלת ופתח את התריס. מדוד את זמן החשיפה מרגע שנפתח התריס. כשהזמן חלף,
סגור את התריס, הרם בעדינות את הדלת, הנח את המכסה על צלחת הפטרי והסר אותה. הזזת הדלת מהר מדי
גורם לערבולת אוויר אשר עלולה לגרום לזיהום של צלחות האגר. אם הקופסה מצוידת בנורת UV-B
ניתן לבצע את אותו הליך.

הליך חשיפה באמצעות פנסי שמש או הלוגן קוורץ:

1. מכסים את הכלי בנייר כהה ובעוד שהוא נשאר מכוסה מקמו את הכלי בזווית של 90 מעלות לאור
מָקוֹר. אם אתה משתמש באור הלוגן קוורץ הסר את מכסה הזכוכית מהאור. בעוד השמש ו
אור החצר מייצר פחות קרינת UV מאשר צינור קוטל חיידקים, עדיין יש לנקוט באמצעי זהירות סבירים. אל תעשה זאת
הסתכל ישירות על המקור והימנע מכל חשיפה ישירה לעור לטווח ארוך.

זהירות: נורת הלוגן קוורץ מתחממת מאוד. השימוש במנורה זו צריך להיות בפיקוח ישיר של
מוֹרֶה.

2. מסירים את הכיסוי הכהה מהצלחת ומתחילים למדוד את זמן החשיפה. כאשר הזמן חלף מכסים
את המנה והעביר אותה לחממה. בדרך כלל אין צורך להסיר את המכסה מכלי פטרי מפלסטיק כאשר
אתה משתמש בפנסי החזית של הלוגן השמש או קוורץ כמקור UV. רוב מנות הפלסטיק מפלסטיק שקופות ל
אורכי גל של UV המיוצרים על ידי מקורות אלה. מומלץ להריץ ניסוי ניסיון על כל מנה חדשה של פטרי
כלי אוכל. אם אתה מקבל שיעורי הישרדות גבוהים ממה שאתה מצפה, ייתכן שתרצה להסיר את העפעפיים במהלך UV
חשיפה. אם זיהום הופך לבעיה, ייתכן שתרצה לכסות את הכלים בניילון דק או
שקית סנדוויץ'. סרטי פלסטיק דקים אלה לא יספגו כמויות UV משמעותיות.

חזור למעלה
לחץ כאן כדי לחזור
עודכן לאחרונה ביום רביעי, 24 בפברואר-99 02:04:12


תרבות תת -תרבות

השג 2 צינורות תרבות זכוכית סטרילית, בקבוק מרק סויה Tryptic (TSB) ומתלה למבחנה. בעזרת חתיכות קטנות של סרט צבעוני, סמן כל צינור עם השם שלך או "S" עבור תת-תרבות, או "C" עבור שליטה. באמצעות טכניקה אספטית, השתמש בפיפטה מדורגת של 10 מ"ל כדי להעביר 2 מ"ל של מרק לכל צינור.

כפי שמוצג, השתמש בלולאת חיסון מעוקרת בלהבה כדי להרים מעל פני השטח M. לוטוס תרבות צלחת פס, מושבה אחת (אם קטנה) או חלק מהמושבה (אם גדולה) והעבירה למרק בצינור שכותרתו "S." אל תוסיף דבר לצינור השני "C" שישמש כבקרת עקרות. שים לב כיצד נראים המרקים מיד לאחר שאתה מחסן אותם (הם עדיין צריכים להיראות ברורים בעיקר). גידול חיידקים במרקים מסומן על ידי התפתחות של מראה עכור. אם המרק שחוסן זה עתה נראה מעונן בהתחלה, לא תהיה לך דרך לקבוע אם זה נובע מגידול חיידקים במהלך תקופת הדגירה. אם המרק שלך נראה עכור, השלך אותו והכין מרק נוסף תוך שימוש בפחות חיידקים.

מניחים את תת תרבויות המרק בחממה בטמפרטורה ובזמן שצוין על ידי המדריך שלך.


1. הקדמה

ל- NASA יש כרגע תוכניות להחזיר בני אדם לירח ובסופו של דבר לנחות משימות מאוישות על מאדים. מטרה זו אינה ניתנת להשגה, אלא אם כן נוכל להבטיח את בטיחותם ובריאותם של צוות האסטרונאוטים וביולוגיה יבשתית אחרת במשימות אלה. המטרה של זה נקודת מבט היא לספק מבוא קצר לדוגמאות של טכנולוגיות עבר ועכשוויות במחקר ביולוגיה של החלל, וכיצד הן משפיעות על התפתחות טכנולוגיות חיישני ביוס למשימות עתידיות לחלל עמוק. הפעם האחרונה שנאס"א ביצעה ניסויים בביולוגיה בחלל מעבר למסלול כדור הארץ הנמוך (LEO) הייתה במהלך משימת אפולו 17 בשנת 1972. מאז הוגבלו משימות לטווח ארוך ל- LEO, כגון אלה לתחנת החלל הבינלאומית (ISS).

סביבת החלל העמוק מאופיינת בקרינה מייננת ובכבידה מופחתת, אשר לשתיהן יכולות להיות השפעות מזיקות על הביולוגיה. מעבר למגנטוספירה של כדור הארץ, הביולוגיה תהיה חשופה למטר קבוע ונמוך של קרינה מייננת באנרגיה גבוהה, כמו זו של קרניים קוסמיות גלקטיות (GCRs) ואירועי חלקיקי שמש (SPEs). קרינה מייננת גורמת לפגיעה בביולוגיה בכמה אמצעים, כולל פגיעה ישירה ב- DNA כמו שבירות של גדילים כפולים ופגיעה עקיפה כמו זו הנגרמת על ידי מינים של חמצן תגובתי [1]. מיקרו-כבידה גם גורמת לסיכונים בריאותיים כמו ניוון שרירים ואובדן צפיפות עצם בבני אדם. כוח הכבידה מופחת יכול להיות בעל השפעות גם ברמה התת-תאית, להשפיע על ביטוי גנים ועל מסלולי גדילת תאים [2]. לדוגמה, בצמחים, תופעה ברמת התא הנקראת גרביטרופיזם גורמת לשורשים לצמוח כלפי מטה, אך בחלל, השורשים שלהם גדלים באופן אקראי [3]. בנוסף, הוכח שחיידקים רבים מראים נגיפות מוגברת ועמידות לאנטיביוטיקה כאשר הם נחשפים לסביבת החלל [4].

למרבה הצער, כמעט בלתי אפשרי לחקות את התנאים המורכבים של החלל באמצעות מתקנים על פני כדור הארץ. הניסיונות לדגמן את סביבת החלל מוגבלים למאיצי חלקיקים ומקורות קרינה חד-אלמנטיים כדי לדמות קרינה קוסמית, וכלי קיר מסתובבים או מכשירים דומים כדי לדמות מיקרו-כבידה. עם זאת, גם מתקנים שמדגמים מכשירי GCR על ידי חשיפה רצופה של דגימות ביולוגיות לחלקיקים בודדים בעלי אנרגיה גבוהה אינם יכולים לחפוף הן את הקרינה והן את המיקרו-כבידה כדי לשקף את תנאי החלל. לפיכך, משימות טיסה הן קריטיות להשגת תובנה חיונית כיצד יסתדר הביולוגיה בסביבה כה ייחודית ועוינת.

זה חיוני לעתיד חקר החלל כי ייערכו מחקרים ביולוגיים נוספים השואלים את סביבת החלל העמוק, אולם יקר ומסוכן לשלוח בני אדם לחלל. שיטה לפישוט ניסויים ביולוגיים היא באמצעות מודל אורגניזמים, כולל מיקרובים, צמחים, חסרי חוליות ומכרסמים. מאז 1972, NASA ביצעה משימות רבות בתוך LEO שהשתמשו באורגניזמים של מודלים כדי להבין את ההשפעות הביולוגיות של סביבת החלל. אוקריוטים רב תאיים מסדר גבוה יותר כמו מכרסמים או פרימטים מניבים מידע רלוונטי יותר לאדם. עם זאת, לעתים קרובות הם דורשים טכנולוגיה מסובכת ומגושמת והם עתירי משאבים לתחזוקה. בעוד ניסויים רבים בחלל בוצעו תוך שימוש באיקריוטים גבוהים יותר, משימות מתוכננות כיום מעבר ל- LEO כוללות רק חיידקים וזרעי צמחים [5,6]. הרכב Artemis-1 של נאס"א יישא חמישה מטענים ביולוגיים מעבר ל- LEO ארבעה יהיו בתוך הקפסולה הרב-צוותית של אוריון הנושאת אורגניזמים דוגמת פטריות, אצות וזרעי צמחים, ולוויין BioSentinel יישא את השמרים הנוצצים. Saccharomyces cerevisiae [7]. מודל אורגניזמים אלה נבחרו לא רק בגלל שהם חולקים קווי דמיון עם תאים אנושיים, אלא גם בגלל שהם יכולים להישאר קיימא בקיפאון לפרקי זמן ארוכים. לוחות הזמנים הנוכחיים של ההשקה דורשים שילוב מטען עד שנה או יותר לפני מועד ההשקה הצפוי. לאחר השילוב, הניסויים יהיו ללא תמיכת חיים, חשופים לטמפרטורת הסביבה וללחות של מתקן האחסון, עד לתחילת המשימה. לפיכך, הגורם המגביל המונע שימוש בתאים ביונקים בפלטפורמות CubeSat הנוכחיות הוא תנאי ההשקה הקיימים כיום, ולא אילוצים טכנולוגיים. יתרונות נוספים של שימוש בחיידקים כאורגניזמים מודליים, בהשוואה לאיקריוטים גבוהים יותר, כוללים שהם דורשים טיפול ואינטראקציה מינימליים וכי ניתן לבצע מבחנים ביולוגיים וביוכימיים רלוונטיים באמצעות מכשירים קטנים ובעלות נמוכה.

על ידי שילוב של חיידקים עם מזעור ואוטומציה של טכנולוגיות חדשות, ניתן לבצע ניסויים מתוחכמים ביותר. מחקר ביולוגי בחלל דורש חומרה מיוחדת במיוחד, כגון מיקרופלואידיקות וחיישני זיהוי, כמו גם אוטומציה ואמינות נתונים אמינים. לוויינים קטנים הידועים בשם CubeSats הם פלטפורמות שיכולות להתאים לדרישות הללו, וניתן להשתמש בהן כדי לענות על שאלות לגבי השפעות סביבת החלל על הביולוגיה. בשנים האחרונות, נעשה שימוש בחיישני ביוס שמקורם במיקרוביאלית על סיפון CubeSats, למשל, כדי לחקור את השפעת החמרה על עמידות לאנטיביוטיקה בחיידקים פתוגניים ולחקור את ההשפעה של קוטל פטריות על תאי שמרים [8,9]. מחקרים אחרונים אלה נבנו על בסיס של עשרות שנים של מחקר ביולוגיה בחלל.


הֲגָנָה

אין לאחסן או לצרוך מזון או שתייה במעבדה המשמשת למיקרוביולוגיה. אף אחד לא צריך ללקק תוויות, למרוח קוסמטיקה, ללעוס מסטיק, למצוץ עטים או עפרונות או לעשן במעבדה. יש לשטוף ידיים בסבון חיטוי לאחר טיפול בתרבויות חיידקים ובכל עזיבה של המעבדה. אם יש חשד לזיהום ביד, יש לשטוף מיד את הידיים בסבון חיטוי. כדי להבטיח שכל פצעים, חתכים או שפשופים לא נדבקים או שהזיהום מועבר, יש להגן עליהם באמצעות תחבושות עמידות למים או ללבוש כפפות כירורגיות חד פעמיות.


נוהל להשגת התרבות פטרייתית | בּוֹטָנִיקָה

המיקולוג מעלה התרבות טהורה של פטרייה כדי לחקור את הפטרייה בפירוט לגבי רבייה, הפיזיולוגיה והגנטיקה שלה.

התרבית הטהורה עשויה להיות על מוצק/מדיה נוזלית ובהשגת התרבית הטהורה של האורגניזם, המיקולוג נוקט פרוצדורה מסוימת.

1. הכנת תרבות-מדיה:

ניקוי כלי זכוכית:

יש לנקות בקפידה את כל מוצרי הזכוכית המשמשים במחקרים מיקרוביולוגיים או פתולוגיים. ניקוי ראשוני צריך להיעשות עם סבון או וים באמצעות מברשת.

לבסוף ניתן לכבס אותם בתערובת הבאה:

ניתן להשתמש באותה תערובת מספר פעמים. לאחר הכביסה בתערובת זו, שוטפים את כלי הזכוכית לפעמים במי ברז זורמים, ולאחר מכן לבסוף במים מזוקקים ומאפשרים להם להתייבש באוויר.

בחירת המדיום תלויה בסוג המיקרואורגניזם שיש לגדל בהתחשב בדרישות התזונתיות של הצורה הספציפית.

מתוך מספר גדול של מדיה כזו, חלקם מתוארים להלן:

(i) בהתבסס על העקביות, אמצעי התרבות הם משני סוגים:

(א) מדיה נוזלית או מרק:

אמצעי תקשורת אלה הם נוזליים בעקביות ומשמשים במקרים בהם יש להפריד גידול חיידקים בצורה טהורה למחקרים נוספים.

ניתן לגבש את התקשורת הנוזלית על ידי הוספת אגר-אגר, חומר דמוי ג'לי המופק מעשב הים, ג'לידיום. תוספת של כ -1.5% מהחומר הזה ב- pH הניטרלי או בקרבתו מספיקה כדי להפוך את המדיום למוצק.

(ii) בהתבסס על ההרכב, אמצעי התרבות עשויים להיות משני סוגים:

(א) מדיה טבעית:

מדיה זו משלבת חומרים מסוימים הזמינים באופן טבעי של קצת ” הרכב לא ידוע. כמה דוגמאות לאמצעי תקשורת כאלה הם: אגר תמצית מאלט. אגר תמצית קרקע. אגר שיבולת שועל ואגר דקסטרוז תפוחי אדמה.

אגר דקסטרוז תפוחי אדמה משמש בדרך כלל למחקרים פיטופתולוגיים.

הרכב אגר דקסטרוז תפוחי אדמה (PDA) ניתן להלן:

מותר לפרוסות תפוחי אדמה להתבשל ב -500 מ"ל. מים מזוקקים, התמצית מסוננת באמצעות בד מוסלין, דקסטרוז ואבקת אגר-אגר מוסיפים את הנפח ל-1000 מ"ל ומביאים לרתיחה.

(ב) מדיה סינתטית:

לכלי התקשורת הללו יש בוחרים ידועים.

דוגמאות למדיה סינתטית הן מדיה סינתטית סטנדרטית ו-Czapek-Dox, שהרכבן מופיע להלן:

כל המרכיבים נשקלים מים מזוקקים שמוסיפים והתערובת מחוממת לרתיחה. עדיף להוסיף K2HPO4 או KH2ת.ז4 בסופו של דבר כדי למנוע משקעים. ה- pH מותאם כרצונך על ידי הוספת פתרונות NaOH או חומצת לימון בכמות הנדרשת.

סינון של מדיה וניפוק לתוך צינורות תרבות או Flask:

למשפך גדול מותקן צינור גומי עם ברז עצירה. המדיום מסונן דרך פיסת בד מוסלין והכמויות המתאימות מחולקות לצינורות תרבות (6 ″x 3/4 ″) או צלוחיות (קיבולת של 250 מ"ל), על ידי התאמת ברז הבישול.

יש לסתום את כל כלי הזכוכית שבהם המדיום אמור להיות מופק בצמר גפן. צינורות תרבות שנועדו להיות שיפועי אגר צריכים לקבל כ -10 מ"ל מהמדיום בעוד שבסופו של דבר ישמשו לציפוי (בבקבוקונים) כ -50 מ"ל. את המדיום הנותר יש לשים בצלוחיות, לסתום בצמר גפן ולהשתמש בו לפי הצורך.

עיקור של המדיום: חיטוי:

אמצעי התקשורת שנפטרו כך צריכים להיות מעוקרים באדים בחיטוי למשך 15 מטר בלחץ של 16 ק"ג/אינץ '. לנוחות, צינורות התרבות מסודרים בסל חוט ואז מכניסים אותם לחיטוי. לפני פתיחת החיטוי מותר ללחץ לרדת לאפס.

יש להוציא מהחיטוי את צינורות התרבית עם 10 מ"ל של מדיום המיועדים לשימוש כנטוי צינור כשהם חמים, מסובבים מעט, לשים על מדף משופע ולתת להם להתקרר.

המדיום בשל נוכחותו של אגר-אגר יתמצק בעת הקירור. שיפועי האגר מוכנים כעת לעבודות תרבות.

עיקור כלי זכוכית:

1. עיקור חום יבש:

זה כולל חימום של כלי הזכוכית (במיוחד פטרידיש המיועדים לעבודות שתילה) בתנור חשמלי ב-150 מעלות צלזיוס למשך 30 מטר. את הפטריות במנות מתאימות יש לעטוף בנייר במבוק ולקשור בחוט ואז להכניס לתנור.

2. עיקור בקיטור:

עבור סוג מסוים של עבודת תרבות, יש להשתמש בשיטה זו. יש לחבר את כלי הזכוכית עם צמר גפן ואדים מעוקרים באוטוקלב בלחץ של 15 אינץ '/אינץ' למשך 15 מטר.

זה צריך להיעשות בחדר תרבות מעוקר באמצעות גופרית או חיטוי פורמלין. את השולחן שעליו יש לבצע את התהליך יש לנקות בעזרת ספוגית כותנה טבולה באלכוהול.

כל השלבים הללו יעזרו לבדוק את זיהום הצלחות על ידי מיקרואורגניזמים לא רצויים. יש להשתמש במדיום בבקבוק לציפוי. אם המדיום בבקבוקים התמצק, יש להמיס אותו באמבט מים.

יש להעביר את הבקבוקונים לחדר תרבות, לפתוח את פקעת הכותנה, לחמם את הפה בעדינות על להבה, להרים מעט את המכסה העליון של הפטריץ, לשפוך את המדיום לתוך הדגנית, להחליף את המכסה ולהניח למדיום להתקרר.

תהליך ציפוי המדיום צריך להתבצע תוך כמה שפחות זמן על מנת למנוע זיהום. כעת, הפטרידישים עם מצע התרבות מוכנים לחיסון עם המיקרואורגניזם.

2. בידוד של מיקרו-אורגניזמים מהאדמה:

שיטות שונות הומצאו לבודד תרבויות טהורות של מיקרואורגניזמים מהאדמה.

שיטות המניבות קשת רחבה יחסית של מיקרואורגניזמים משמשות בדרך כלל צמחי פתולוגים לבידוד פתוגנים הנגרמים על ידי קרקע ומתוארות כאן:

פירור אדמה, בקוטר של כ-1 ס"מ, מועבר עם מלקחיים מעוקרים למרכז פטרידיש סטרילי המכילה מדיום אגר מוצק. צלחת הפטרי מודגרת בטמפרטורה של 28-30 מעלות צלזיוס והתפטיר היוצא מפירורי האדמה נחתכים ומועברים לנטיות אגר.

כמות קטנה של אדמה מועברת לפטרידיש סטרילי בעזרת מרית מעוקרת. 20 מ"ל של מדיום אגר מומס ומקורר מתווספים לאדמה המכילה פטרי&שידיש ומנערים את הפרטרידיש בעדינות כך שחלקיקי האדמה יתפזרו בכל מדיום האגר.

הפטרין המתקבל כך מודגרת בטמפרטורה של 28 ° -30 ° C למשך מספר ימים ולאחר מכן הפטריות מתחילות להופיע. תרביות טהורות של הפטרייה הרצויה מתקבלות על ידי העברת הפטרייה המסוימת לנטיות אגר.

3. שיטות צלחת לדילול קרקע:

10 גרם. דגימת אדמה נלקחת בבקבוק חרוטי של 250 מ"ל. לזה מתווסף 100 מ"ל מים סטריליים והבקבוק נענע במרץ למשך מספר דקות כך שיתקבל תמיסת אדמה.

זה יייצג 1:10 או 1/10. לוקחים 10 מ"ל מהסופה של תמיסה זו של 1/10 ומוסיפים 90 מ"ל מים סטריליים והתמיסה המתקבלת תהיה 1/100. באותו אופן, דילולים אחרים כמו 1/1000, 1/10,000 ו 1/100000 נעשים.

מ"ל אחד מהדילול הרצוי נשפך לתבנית פטרי סטרילית ולזה מוסיפים 20 מ"ל של מדיום אגר מומס ומצונן. צלחת הפטרי מסתובבת ביד כדי לפזר את המדיום ואת השעיית הקרקע.

מנות הפטרי מודגרות לאחר מכן ב -28 ° -30 ° C למשך מספר ימים ולאחר מכן מתרחשת צמיחת פטריות. לאחר מכן מתקבלות תרבויות טהורות של הפטריות על ידי העברתן למלוכסי אגר.

התרבות פטרייתית בצורה טהורה מתקבלת על ידי חיסון נבג בודד או חתיכת תפטיר על המדיום האגר בנטיית צינורות או בפטרינים כפי שמוצג באיור 17.11. צלחת האגר המחוסנת מכוסה ונטיית הצינור מחוברת בצמר גפן שאינו סופג.

לאחר מכן הם ממוקמים בחממה הנשמרת בדרך כלל בטמפרטורה של 30-37 מעלות צלזיוס למשך מספר ימים, ולאחר מכן צלחות האגר והנטייה יראו צמיחה פטרייתית בצורה טהורה.